MICROBIOLOGÍA

El propósito del laboratorio de microbiología es el aislamiento y la identificación de un microorganismo implicado en un proceso infeccioso y su sensibilidad o resistencia frente a determinados antimicrobianos. Un conocimiento apropiado de los organismos que normalmente colonizan sitios no estériles del cuerpo o patógenos potenciales de zonas estériles, acompañado de una historia clínica del paciente y la impresión clínica del veterinario son de gran ayuda en el procesamiento de las muestras.

Para el aislamiento de microorganismos se detalla a continuación algunos criterios de selección de los animales y colección de muestra:

• Muertos recientemente
• Tomar muestras en diferentes etapas de la enfermedad
• Animales pequeños se pueden enviar completos al laboratorio, en grandes animales enviar órganos afectados. En la necropsia se toman primero las muestras para microbiología y después las de histopatología y parasitología
• Frascos o bolsas estériles rotulados
• Cada tejido u órgano separado
• Frascos sellados y protegidos
• Solicitud clara de gérmenes específicos (si aplica)
• Tomar la muestra antes de medicar
• Todo el material empleado debe ser estéril
• Muestras de heces deben tomarse directamente del recto, con guantes estériles o hisopos en medio de transporte

• Muestras de semen con electroeyaculador o vagina artificial
• Orina de pequeños por punción de la vejiga y de grandes por sonda vesical. Enviar refrigerada.
• Esmegma en solución salina o medio de transporte
• Sangre completa en tubos vacutainer heparinizados o en medio de cultivo
• Líquidos orgánicos se toman por punción y se envían refrigerados.
• Heridas abiertas y abscesos lavar y tomar hisopos que se envían en medios de transporte
• Muestras de piel enviar en frascos humedecidos con solución salina
• Muestras de agua se envían refrigeradas
• Leches en tubos estériles con tapa rosca o con tapón hermético de animales sin tratar y de cuartos separados.

La eficacia de los resultados de laboratorio de microbiología depende de la selección correcta de las muestras biológicas que pueden ser productos como tejidos, sangre, orina, materia fecal, hisopos, raspados cutáneos, líquidos corporales, vísceras y su remisión de forma adecuada y oportuna al laboratorio.

Las muestras se toman de la lesión o de los órganos afectados, ejemplo:

• En septicemia o bacteremia: sangre, corazón, bazo, hígado, riñones, ganglios linfáticos.
• Si afecta un órgano como en carbón sintomático: músculo
• Si se trata de una afección respiratoria como es el caso de las neumonías: pulmones
• En caso de abortos se enviaran al laboratorio los fetos, placentas, líquidos estomacales, sangre, etc.
• En afecciones cutáneas: raspados o biopsias de piel
• En mastitis: muestras de leche

Para el envío de muestras al laboratorio se debe tener en cuenta:

Cuidado en la toma: las muestras para microbiología se deben tomar bajo las más estrictas normas de esterilidad.

• Tiempo de recolección: justo antes de la muerte de un animal e inmediatamente después, un numero considerables de bacterias intestinales pueden invadir los tejidos del huésped, por lo tanto el hallazgo de algunos de estos microorganismos que pueden ser patógenos son difíciles de valorar si las muestras fueros tomadas postmortem.
• Conservación de la muestra: remitir en medios de trasporte apropiada para la conservación de los microorganismos a investigar (consultar con el laboratorio) Las vísceras se empacan en bolsas plásticas estériles, que se deben enviar bien selladas.
• Las muestras como cerebros, se parten en dos longitudinalmente y se preserva una mitad en formalina al 10% para estudios histopatológicas. Los tejidos en formalina no deben congelarse. Las muestras según las recomendaciones del caso (consultar con el laboratorio) se remiten refrigeradas o congeladas.

ANTIBIOGRAMAS

Aplicación de la prueba

Debido al aumento de la resistencia es recomendable que los aislamientos se prueben para observar susceptibilidad a los antimicrobianos. Esta prueba se puede realizar en bacterias que se aíslen de animales que se lleven al laboratorio, de muestras que lleguen al laboratorio o de cepas bacterianas aisladas.

Es importante tener en cuenta que el resultado de este examen refleja el comportamiento in-vitro del microorganismo a los antibióticos evaluados.

El método de Kirby-Bauer es una técnica que emplea discos de antibióticos que difunden en un medio de cultivo especial. Es una técnica que se ha estandarizado para microorganismos comúnmente aislados y de crecimiento rápido que demuestran una rata de crecimiento consistente cuando se cultiva en condiciones estandarizadas. El resultado indica susceptibilidad o resistencia a los antibióticos evaluados.

Condiciones de la muestra

Microorganismo responsable del proceso infeccioso aislado en medio de cultivo apropiado.

El microorganismo debe estar purificado, la mezcla de microorganismos producirá resultados falsos o incomprensibles.

Consultar con el laboratorio la selección de los antibióticos que se recomiendan para las diferentes especies animales.

Toda cepa bacteriana a la cual se le realice un antibiograma debe encontrarse aislada y de pureza absoluta, al igual que debe provenir de un repique fresco de no más de 24 horas.

COLORACIÓN DE GRAM

Aplicación de la prueba

El examen directo coloreado de las muestras, exudados, frotis de sangre o impronta de tejidos puede mostrar el tipo de células, morfología y cantidad de microorganismos presentes. Esta información sirve como guía para la sospecha de microorganismos involucrados en el proceso y para la selección de medios primarios de aislamiento.

Condiciones de la muestra

Las secreciones, frotis o improntas provenientes de animales con sospecha de enfermedad bacteriana se extienden sobre un portaobjetos, se secan al aire, se fijan (si se retrasa el envío) y se tiñen con coloración de Gram.

COPROCULTIVO

Aplicación de la prueba

Indicada en casos de sospecha de gastroenteritis bacteriana.

El no aislamiento de enteropatógenos en una sola muestra no es suficiente para excluirlos de un diagnóstico etiológico. Debe procesarse una segunda y hasta una tercera muestra para confirmar o descartar su presencia.

Condiciones de la muestra

Remitir al laboratorio de 3 a 5 gramos de heces frescas en medio de transporte (Stuart o Cary-Blair), la muestra puede también ser tomada con un hisopo estéril introducido en el recto previa desinfección de la zona peri anal y frotando sobre la mucosa rectal, retirar e introducirlo en el medio de transporte. Estos materiales serán suministrados por BIOVET.

Ante la sospecha de infección por Campylobacter sp., Yersinia sp., programar con el laboratorio para remitir los medios de transporte correspondientes (Cary Blair).

Las muestras deben remitirse refrigeradas.

CULTIVO DE LÍQUIDOS ORGÁNICOS ESTÉRILES

(SANGRE, LQ.CEFALORRAQUIDEO, LIQ. PERICARDICO, LIQ. PLEURAL, LIQ. PERITONEAL, LIQ. SINOVIAL)

Aplicación de la prueba

Está indicado ante la sospecha de infecciones en cavidades corporales y en infecciones sistémicas para el aislamiento y cultivo de bacterias responsables del proceso.

Condiciones de la muestra

Sangre (Hemocultivo)

Las condiciones en la toma de la muestra de sangre para hemocultivo deben ser asépticas, limpiando primero la zona de la piel con agua y jabón, alcohol al 70% y aplicando luego una solución de yodo al 2%, esta solución deberá permanecer sobre la piel al menos un minuto para que ocurra la asepsia. Se deben colectar de 2 a 5 ml de sangre e inocularla directamente sobre el medio de cultivo suministrado por el laboratorio. No se debe utilizar sangre anticoagulada o con EDTA o citrato porque estas condiciones reducen las posibilidades de asilar microorganismos.

Líquido cefalorraquídeo

Aplicación de la prueba.

El líquido cefalorraquídeo es un ultrafiltrado transparente del plasma que baña el exterior del encéfalo y la medula espinal. La patología de las superficies externas de estas estructuras puede causar cambios en el LCR, mientras las laceraciones morbosas más profundas en el tejido nervioso por lo usual no lo hacen.

Condiciones de la muestra.

Toma de muestra por médico especialista o entrenado.

Desinfecte con tintura de yodo al 2%.

El LCR se obtiene desde la cisterna cerebelobulbar, porque allí tiende a haber menor contaminación con sangre que cuando se realiza la punción lumbar.

Después de administrar anestésico, se coloca al paciente en decúbito lateral derecho si el clínico es diestro o en decúbito lateral izquierdo si es zurdo.

La cabeza y el cuello del paciente se llevan hasta el borde de la camilla (para permitir que el clínico pueda mover su mano sin restricciones durante la recolección) y se flexionan con moderación hacia el pecho.

Se necesita un ayudante para sostener con firmeza la cabeza y el cuello del paciente.

El punto de inserción de la aguja es el cruce de dos líneas imaginarias, una que conecta el borde anterior de cada ala del atlas y la otra, trazada desde la cresta occipital hasta encontrar la primera línea a un ángulo de 90°.

Se usa una aguja espinal de 1,5 pulgada, calibre 20 a 22.

La aguja se inserta perpendicular a la piel.

El canto de la mano usada para insertar la aguja se apoya en la cabeza del paciente para controlar con cuidado la inserción.

Al ingresar al espacio subaracnoideo se percibe una disminución repentina de la resistencia a la aguja.

Durante el procedimiento, el estilete se puede retirar varias veces para comprobar que se ha ingresado a este espacio.

Una vez que se ingresó en el espacio subaracnoideo, la recolección se realiza dejando fluir el líquido libremente dentro de un tubo con tapa roja y la muestra (1 ml) se envía para el análisis.

Se prefiere un tubo de tapa roja en lugar de uno con EDTA porque en general el LCR no contiene factores de la coagulación y el EDTA aumenta la concentración de proteínas medidas y diluye una muestra que ya tiene escasas células.

Coleccione de 1 – 2 ml de LCR en tubos estériles previamente rotulados.

Si no logra obtener suficiente líquido, envíe lo colectado al laboratorio de microbiología primero, si requiere cultivo.

Envíe inmediatamente al laboratorio.

Nunca refrigere el líquido cefalorraquídeo.

Si es requerido el cultivo, el LCR debe ser colectado en tubos estériles con medio de transporte (caldo tripticasa soya, suministrado por el laboratorio) con tapa rosca, no deben utilizarse tubos con tapones de algodón o de caucho.

En la requisición con los datos del paciente indique si ha habido antibioterapia previa.

Líquido pericárdico

Aplicación de la prueba

Suele haber solo una pequeña cantidad de líquido pericárdico. Un volumen aumentado puede estar provocado por inflamación, tumor o hemorragia.

El derrame de líquido a la cavidad pericárdica no está bien diferenciado como trasudado y exudado, de hecho la mayoría de los derrames pericárdicos son provocados por una lesión de los recubrimientos del mesotelio más que por factores mecánicos. El análisis de líquido pericárdico está básicamente enfocado a la parte microbiológica, su estudio Citoquímico sólo adquiere importancia ante la duda entre un derrame de origen bacteriano y uno de origen neoplásico. Normalmente el líquido es amarillo, traslucido fluido. Los distintos tipos de derrame y sus causas más frecuentes son:

Serosos: en insuficiencia cardiaca congestiva, hipoproteinemia (renal, hepática y nutricional).

Sero-sanguinolentos: traumatismo toráxico cerrado, infecciones, neoplasias, infarto agudo de miocardio.

Quiloso: quilopericardio cuando hay obstrucción del conducto toráxico y extravasación de sustancia lechosa desde los linfáticos pericárdicos hasta el pericardio.

Condiciones de la muestra.

• Toma de muestra por médico especialista o entrenado.
• Desinfecte con tintura de yodo al 2%.
• El catéter a menudo se inserta a través del quinto o sexto espacio intercostal derecho (es decir, la muesca cardíaca entre los lóbulos pulmonares).
• Se inyecta anestésico local a nivel de la pleura.
• Se usa un catéter de teflón sobre la aguja de calibre 12 a 16, de 4 a 6 pulgadas con dos o tres orificios suplementarios cortados con tijera en forma aséptica en la cara lateral.
• Es necesario emplear una tubuladura y una llave de tres vías en los perros de tamaño mediano y grande.
• Después de la preparación quirúrgica del sitio de penetración torácica, se realiza una pequeña incisión para facilitar el movimiento del catéter a través de la dermis.
• Durante el avance del catéter se obtiene un electrocardiograma (ECG); el contacto con el miocardio produce latidos ventriculares prematuros.
• La entrada al pericardio puede requerir una estocada aguda.
• El catéter se desplaza sobre la aguja dentro del saco pericárdico y la aguja se descarta.
• Depositar líquido en tubo seco (tapa roja)
• Envíe inmediatamente al laboratorio.
• Si es requerido el cultivo, el líquido debe ser colectado en tubos estériles con medio de transporte (caldo tripticasa soya, suministrado por el laboratorio) con tapa rosca, no deben utilizarse tubos con tapones de algodón o de caucho.
• En la requisición con los datos del paciente indique si ha habido antibioterapia previa.

Líquido Pleural

Aplicación de la prueba

El aumento de la cantidad de líquido pleural se define como derrame pleural; el estudio Citoquímico y bacteriológico del líquido pleural es la clave para hallar la etiología de dicho derrame.

Los derrames de líquido en la cavidad pleural, pueden formarse sobre la base de ultra filtración del plasma. Estos ultras filtrados se clasifican en Trasudados y Exudados.

Un trasudado es un derrame provocado por factores mecánicos que influyen en la formación y resorción del líquido como reducción de la albúmina del plasma, o incremento de la presión venosa.

Un exudado es un derrame provocado por una lesión de los recubrimientos del mesotelio, como por ejemplo infecciones bacterianas, enfermedades reumáticas, lupus eritematoso sistémico, neoplasias, etc.

La toracentesis es el procedimiento mediante el cual se extrae el líquido pleural.

Condiciones de la muestra

• Toma de muestra por médico especialista o entrenado.
• Desinfecte con tintura de yodo al 2%.
• La aguja con la jeringa acoplada se coloca dentro del tejido subcutáneo, en general se realiza en el séptimo u octavo espacio intercostal a nivel de la unión costocondral. La aguja penetra en el medio del espacio intercostal, evitando el margen caudal de la costilla, donde se encuentran los nervios y los vasos.
• La manera más adecuada de recolectar el líquido es con el animal de pie o en decúbito esternal.
• Se recomienda usar un catéter mariposa de 1 pulgada calibre 18 o 20 conectado a una llave de tres vías y a una jeringa de 20 a 35 ml.
• Se aplica una presión negativa ligera mientras la aguja se avanza con angulación. El líquido aparecerá en la jeringa tan pronto como la aguja penetre el revestimiento cavitario.
• La angulación de la aguja ayuda a evitar que el líquido potencialmente se derrame desde la cavidad en el tejido circundante.
• Envíe inmediatamente al laboratorio.
• Si es requerido el cultivo, el líquido debe ser colectado en tubos estériles con medio de transporte (caldo tripticasa soya, suministrado por el laboratorio) con tapa rosca, no deben utilizarse tubos con tapones de algodón o de caucho.
• Depositar líquido en tubo seco (tapa roja).
• En la requisición con los datos del paciente indique si ha habido antibioterapia previa.

Líquido Peritoneal

Aplicación de la prueba

Como ocurre con el líquido pleural y pericárdico, el líquido peritoneal (ascítico) es un ultra filtrado de plasma, cuya formación depende del equilibrio entre la presión hidrostática capilar, la presión oncótica plasmática, la permeabilidad capilar y la resorción linfática.

Es importante clasificar el líquido como trasudado, exudado o trasudado modificado.

Condiciones de la muestra

• Toma de muestra por médico especialista o entrenado.
• Desinfecte con tintura de yodo al 2%.
• El abdomen se palpa inmediatamente antes de la abdominocentesis para prevenir la laceración de las estructuras viscerales.
• La vejiga debe vaciarse antes del procedimiento, en particular cuando se usan catéteres de calibre 14.
• En los pacientes con distensión abdominal tensa, la punción se realiza en la región lateral del abdomen (para evitar la formación de un seroma gravitacional en la línea media ventral).
• Si se sospecha peritonitis séptica, pero la abdominocentesis habitual no lo comprueba, la punción se debe efectuar en los cuatro cuadrantes.
• La guía ultra sonográfica presta ayuda cuando la recolección del líquido es difícil.
• En general, una aguja de calibre 22 – 20 de 1 pulgada o un catéter de teflón se acoplan a una tubuladura.
• La longitud de la tubuladura ayuda a evitar la laceración visceral si el paciente se mueve durante el procedimiento.
• La aguja con la jeringa acoplada se coloca dentro del tejido subcutáneo y se aplica una presión negativa ligera mientras la aguja se avanza con angulación. El líquido aparecerá en la jeringa tan pronto como la aguja penetre el revestimiento cavitario.
• La angulación de la aguja ayuda a evitar que el líquido potencialmente se derrame desde la cavidad en el tejido circundante.
• Depositar en tubo seco (tapa roja)
• Envíe inmediatamente al laboratorio.
• Si es requerido el cultivo, el líquido debe ser colectado en tubos estériles con medio de transporte (caldo tripticasa soya, suministrado por el laboratorio) con tapa rosca, no deben utilizarse tubos con tapones de algodón o de caucho.
• En la requisición con los datos del paciente indique si ha habido antibioterapia previa.

Líquido Sinovial.

Aplicación de la prueba

El examen citológico del líquido sinovial proporciona información de utilidad clínica para la identificación de una serie de problemas articulares. Las indicaciones para obtener líquido sinovial incluyen:

1) Articulación caliente tumefacta sugestiva de un proceso infeccioso; 2) signos roentgengráficos sugestivos de un proceso articular degenerativo; el análisis del líquido sinovial se realiza para descartar un proceso inflamatorio concomitante

3) poliartritis. En este último grupo de anormalidades suelen afectarse múltiples articulaciones y el líquido sinovial de la articulación carpal por lo usual reflejará el proceso inflamatorio en las restantes articulaciones.

El análisis del líquido sinovial permite diferenciar entre inflamaciones no inflamatorias e inflamatorias; el examen del líquido articular puede ser útil en animales con fiebre de origen desconocido. Muchas enfermedades inmunomediadas comprometen a las articulaciones.

Pueden obtenerse cantidades muy pequeñas de líquido de la mayoría de las articulaciones normales; por ello, la recolección de volúmenes relativamente grandes sugiere derrame. Las enfermedades agudas e inflamatorias producen derrame, mientras que las crónicas y no inflamatorias provocan agrandamiento articular debido a hinchazón del tejido blando, pero con poco líquido.

Condición de la muestra

• El líquido sinovial se obtiene empleando una aguja calibre 23 a 25 acoplada a una jeringa de 3 ml.
• El procedimiento no es doloroso.
• El área sobre la articulación es rasurada y preparada en forma aséptica y el miembro se flexiona y extiende alternativamente a medida que la superficie articular se palpa hasta localizar un punto blando.
• La parte blanda es penetrada con la aguja y se aspiran con suavidad unas pocas gotas del líquido sinovial.
• En un paciente con un proceso inflamatorio puede ser posible extraer hasta 0,5-1 ml de líquido.
• La succión es liberada, la aguja extraída y el espécimen se emplea para preparar al menos dos extendidos para el examen citológico.
• Las preparaciones citológicas se realizan del mismo modo que los extendidos sanguíneos para recuentos diferenciales excepto que el porta extensor es arrastrado con lentitud hacia la gota, se deja que el líquido se disemine y luego aquel es movilizado lentamente alejándolo de la gota original.
• La extensión no debe alcanzar el extremo del portaobjetos.
• Dejar secar y enviar al laboratorio.
• Se debe tener la cautela de evitar que el preparado citológico no sea demasiado espeso.
• Las células son de evaluación difícil en las muestras espesas porque los núcleos se redondean complicando los recuentos diferenciales.
• Después que se prepararon los extendidos, se puede agregar parte del líquido sinovial a un tubo con EDTA (tapa lila) y otra porción en tubo sin anticoagulante (tapa roja), para evaluación bioquímica y microscópica.
• Si se obtiene poca cantidad de muestra, el examen citológico tiene predominio sobre el cultivo y éste lo tiene sobre el recuento celular.

CULTIVO DE SECRECIONES (OCULARES, TRACTO GENITAL, OÍDO Y OTROS)

Aplicación de la prueba

Secreciones provenientes de diferentes órganos pueden ser procesadas para aislamiento y cultivo de bacterias.

Condiciones de la muestra

Es importante recolectar la muestra de secreciones frescas y recién emitidas.

• El cultivo conjuntival deberá realizarse antes de la anestesia tópica haciendo rodar un hisopo estéril húmedo sobre la conjuntiva.
• En caso de piodermia superficial, el pelo se rasura del área circundante pero no se realiza la desinfección. Tras la ruptura de una pústula con una aguja fina estéril se procede al cultivo de un hisopo embebido en pus. En casos de piodermia profunda el pelo circundante a la lesión se rasura y el área se desinfecta con un antiséptico, la lesión se comprime para exprimir el exudado que se recolecta con un hisopo. El operador debe usar guantes.
• El cultivo de material ótico requiere insertar un cono otoscopico estéril hasta el nivel del canal horizontal y aplicar un hisopo a través del cono.
• Otras secreciones deberán ser tomadas con especial cuidado de no contaminar con flora normal ni del ambiente.
• Rotar lentamente el hisopo para obtener la secreción
• Retirar e insertar en medio de transporte suministrado por el laboratorio
• Con otro hisopo tomar muestras de la misma manera realizando 2 extendidos sobre lámina portaobjetos
• Envíe al laboratorio lo más pronto posible.

Secreción de Oído

• Limpiar con un primer escobillón el canal auditivo externo, proceder a tomar con otro escobillón de la secreción observada, colocar en medio de transporte suministrado por BIOVET.
• Transporte la muestra rápidamente al laboratorio.

secreción de Ojos

• Tome muestra de cada ojo con diferentes hisopos previamente humedecidos con solución salina estéril, rotando el algodón por la superficie de la conjuntiva.
• Esto es independiente de que solo un ojo esté infectado, ya que la muestra del ojo sano puede servir de control de la flora normal del paciente, y compararlo con el reporte del ojo infectado.
• Indique en la muestra, en los medios enviados y en la orden médica, si es ojo derecho o izquierdo en cada caso.
• Utilice otro hisopo para colectar muestra para frotis, el cual debe ser inmediatamente colocado en la placa.

Secreción Nasal

• Inserte un hisopo humedecido con solución salina estéril dentro de la fosa nasal.
• Rote el hisopo contra la mucosa nasal. Colóquelo en un medio de transporte suministrado por BIOVET.
• Envíe al laboratorio.

Tracto genitourinario.

• Inserte un escobillón urogenital 1-3 cm dentro del lumen de la uretra. Rote el escobillón.
• Obtener exudado del orificio uretral haciendo presión longitudinal al pene.
• Utilice otro escobillón para tomar muestra para el frotis directo. La placa debe ser hecha en el sitio.
• Si no se obtiene material fácilmente, puede insertarse la punta de un hisopo de algodón de pequeño diámetro, humedecido con solución salina, por la uretra anterior.
• El hisopo debe dejarse colocado durante unos pocos segundos para que las fibras se saturen con el exudado.
• Para cultivo de líquido prostático se aconseja usar la tercera fracción del eyaculado o material de masaje prostático, también puede realizarse cultivo de material prostático o testicular recuperado por medio de un aspirado o biopsia.

CULTIVO DE TEJIDOS BLANDOS

Aplicación de la prueba

La presencia de abscesos, heridas y ulceras supurativas constituye los principales focos infecciosos que pueden producirse a nivel de tejido blando.

Aislamiento y cultivo de bacterias

Condiciones de la muestra

Abscesos, fístulas y heridas

El uso de hisopos de algodón para la toma de muestras procedentes de esas lesiones es impropio e inadecuado, pues además de facilitar una contaminación con flora microbiana de piel, mucosa o gérmenes del medio ambiente. La forma más conveniente para obtener muestras adecuadas en la formación de abscesos debe ser por punción aspirativa con jeringa y aguja estériles, una vez colectado debe ser enviado rápidamente al laboratorio.

• Limpie la superficie del absceso o herida con solución salina estéril o alcohol etílico al 70%.
• Si el absceso es cerrado, preferiblemente aspire con aguja la muestra de la base o de la pared de la lesión.
• En caso absceso abierto, fístula o herida, introduzca un hisopo profundamente dentro de la lesión, sin tocar el área superficial ya que puede introducir en la muestra bacterias que están colonizando la superficie y no están envueltas en el proceso infeccioso.
• No cultive lesiones secas, a menos que esté presente el exudado.
• Puede refrigerar la muestra por 1 hora antes de enviar al laboratorio.
• No envíe solo pus, ya que ésta no es representativa de la lesión. La base y bordes activos de la lesión son más apropiados

Tejidos

Estas muestras son obtenidas generalmente durante biopsias o necropsias. Es importante tener en cuenta el tiempo transcurrido entre la muerte del animal y la obtención de la muestra para evitar sobre contaminaciones con flora normal o procesos autolítico de los tejidos que disminuirían la probabilidad de éxito del análisis.

• Aplicar técnicas de asepsia apropiadas
• Realizar cortes delgados del tejido a examinar y depositar en recipientes estériles
• Refrigerar y enviar al laboratorio lo más pronto posible

CULTIVO DE TRACTO RESPIRATORIO

Aplicación de la prueba

Aislamiento y cultivo de bacterias.

El tracto respiratorio superior comprende la cavidad oral, nasofaringe y orofaringe. La gran cantidad de flora normal presente en nariz, cavidad oral, y faringe hace que los cultivos de tracto respiratorio deban ser interpretados con mucha precaución. Se debe sospechar la etiología del cuadro infeccioso para poder estudiar adecuadamente las muestras de tracto superior respiratorio.

Condiciones de la muestra

La muestra de faringe debe ser obtenida con un hisopo de alginato de calcio frotando las tonsilas, faringe posterior y cualquier área ulcerativa, exudativa o capsulada que se observe.

Debe evitarse la contaminación con la flora oral.

Colocar la muestra en medio de transporte Stuart y enviar al laboratorio con prontitud. Las muestras de las vías aéreas inferiores se obtienen mejor por aspiración transtraqueal o lavado broncoalveolar durante la broncoscopia.

CULTIVO MICOLÓGICO

Aplicación de la prueba

Las infecciones micóticas subcutáneas y las profundas se diagnostican mejor mediante citología o evaluación histopatológica, con o sin serología. Si no se identifican microorganismos, puede cultivarse material de las lesiones cutáneas, pero estos cultivos tienen limitada utilidad debido al sobre crecimiento de bacterias y hongos residentes.

Condiciones de la muestra

Para el cultivo de dermatofitos se debe depilar la zona periférica a la lesión con una pinza estéril y depositar los pelos en un recipiente estéril.

RASPADO DE PIEL

Aplicación de la prueba

Indicado en casos de sospecha de infecciones causadas por hongos en la piel, se examina en busca de hifas, conidias, esporas, levaduras en gemación y daño inducido por hongos.

Condiciones de la muestra

Pueden enviarse muestras de pelo, uñas y raspados cutáneos empleando una hoja de bisturí en el borde de la lesión.

Los pelos, costras o escamas del raspado cutáneo se colocan en una caja de Petri o en un recipiente limpio y seco y se envían al laboratorio.

UROCULTIVO

Aplicación de la prueba

Las infecciones que se presentan en el tracto urinario pueden localizarse desde el riñón hasta la uretra. Las bacterias aisladas siempre se deben evaluar junto con el sedimento urinario.

Condiciones de la muestra

La orina obtenida mediante cistocentesis es la preferida para el urocultivo. Si un paciente tiene trombocitopenia grave (< 50.000/ul) o no es posible realizar la cistocentesis, las muestras obtenidas mediante sondaje o en la mitad de la micción son aceptables.

La muestra debe ser colectada en recipiente estéril y enviada al laboratorio lo más pronto posible.

Si la muestra de orina no va hacer procesada a la hora siguiente de la recolección deberá ser refrigerada. Esta refrigeración solo debe hacerse si es estrictamente necesaria.